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A. The type of buffer used to run DNA in agarose gel electrophoresis depends primarily on the size of DNA fragment and the postelectrophoresis application. Two buffers commonly used for DNA agarose electrophoresis are Tris-Acetate with EDTA (TAE; 40mM Tris-Acetate, 1mM EDTA) and Tris-Borate with EDTA (TBE, 89mM Tris-Borate, 2mM EDTA). Because the pH of these buffers is neutral, the phosphate backbone of DNA has a net negative charge and migrates toward the anode.

TAE and TBE have different properties which makes one more suitable than the other for specific purposes. For larger DNA fragments (>10kb) TAE is preferred. For smaller DNA fragments (<1kb) TBE is generally preferred as it has a greater buffering capacity and will give sharper resolution than TAE. TAE is also the preferred choice of buffer when the DNA sample is to be used in cloning experiments as the borate in the TBE buffer is a strong inhibitor for many enzymes.

A. The recommended thickness for agarose gel is 3 to 4 mm. Gels thicker than 5mm will result in fuzzy bands.

A. Fisher Bioreagents Cat. No 10766834 agarose, molecular biology grade, is well suited for routine separation of DNA and RNA in the range 500bp to 23kb. For separation of fragments in the 100 to 2,000bp range, we would suggest Fisher Bioreagents Cat. No 10766834, increasing the gel concentration (>2%) and using TBE buffer (not TAE).

A. The comet assay (single cell gel electrophoresis) is a simple method used for measuring DNA strand breaks in eukaryotic cells. A low melting point agarose is usually required. We would suggest Fisher Bioreagents Cat. No 10377033 as this is a low melting, molecular biology grade agarose which is ideal for separating and recovering nucleic acids.

A. You should load no more than 100ng of DNA. This amount should give you a clear well-defined band when stained with ethidium bromide and viewed under a UV light. If you load too much DNA then you will see a smear.

A. The loading dyes in Fisher Bioreagents Cat. No 10205023, agarose gel-loading dye, 6X are a unique blend of three tracking dyes that make estimating sample migration simple and reliable:

• Dye #1 – a light blue dye that migrates at about 4,000 base pairs in 1% agarose
• Dye #2 – an indigo dye that migrates at about 600 base pairs in 1% agarose
• Dye #3 – a magenta dye that migrates at about 10 base pairs in 1% agarose

A. The recommended voltage is 4 to 10 volts/cm (cm is determined by measuring the interelectrode distance, i.e the distance between anode and cathode, not the length of the gel) under normal electrophoretic conditions. If the voltage is too low, the mobility of small DNA (<1,000bp) is reduced and band broadening will occur due to diffusion. If the voltage is too high, the band resolution is reduced, mainly because of gel overheating.

A. Recirculation prevents the formation of pH gradient and buffer depletion, so it is advisable to recirculate the buffer especially during extended electrophoresis. Buffer recirculation is also important when running larger TAE gels due to the lower buffering capacity of TAE.

A. Ethidium bromide destaining bags are available, Fisher Bioreagents Cat. No 12861680. These bags will remove up to 5mg ethidium bromide when stirred with solution overnight. However, as disposal regulations vary, please contact your local safety officer for disposal guidelines.

A. We do not have information regarding the amount of DNA in each discrete fragment (band) of Fisher Bioreagent Cat. No 10284633, low scale (100bp) DNA ladder. This DNA ladder is meant to be a general purpose sizing standard for DNA fragments such as PCR* amplicons separated on agarose mini gel. It is not meant to be used as a quantitative standard. However, for quantitation, we have the exACTGene DNA ladders such as Fisher Bioreagents Cat. No 10021463; this low range plus DNA ladder provides the approximate amount of DNA in each band.

A. Care should be taken when selecting the percentage acrylamide or pore size of the gel to be used. The table below details which percentage of gel to use to separate the sizes of proteins indicated.

Acrylamide Percentage	Separating Resolution
5%	60 to 220kDa
7.5%	30 to 120kDa
10%	20 to 75kDa
12%	17 to 65kDaa
15%	15 to 45kDa
17.5%	12 to 30kDa

A. For protein gel electrophoresis, typical sample loading buffers are available in either a reducing or non-reducing formulation. Dithiothreitol (DTT) is a common reducing agent used in protein sample buffers. The formulation of Fisher Bioreagents Cat. No 10376363, protein gel loading dye (2X), does not contain a reducing agent such as DTT.

A. It is not advisable to autoclave Fisher Bioreagent Cat. No 10204733, 10X PBS, as phosphate may precipitate out. For this product, we filter the buffer solution through a 0.2micron filter into a sterile 1L poly bottle under a sterile hood.

A. The formulation of Fisher Bioreagents Cat. No 10649743 Phosphate Buffered Saline (PBS), 10X solution is as follows:

• 1.37M Sodium Chloride
• 0.027M Potassium Chloride
• 0.119M Phosphate Buffer

The phosphate buffer consists of two components, namely 0.101M sodium phosphate dibasic heptahydrate (CAS # 7782-85-6) and 0.018M potassium phosphate monobasic (CAS # 7778-77-0).

A. Western blotting is based on the separation of proteins by their size on a gel. However, migration of proteins through the gel matrix is also affected by other factors, which may cause the observed band size to be different from the predicted size. Common causes are:

• Post-translational modification; for example phosphorylation and glycosylation increase the size of the protein
• Post-translation cleavage; many proteins are synthesised as precursor proteins, and then cleaved to give the active form
• Multimers, for example dimerisation of a protein. This is usually prevented under reducing conditions, although strong interactions can result in the appearance of higher bands
• Splice variants; alternative splicing may result in different sized proteins being produced from the same gene
• Relative charge; the composition of amino acids (charged vs. non-charged)

A. Coomassie staining is probably one of the most well known protein staining techniques. Two main Coomassie staining methods exist, “classical” Coomassie and the more recently developed colloidal Coomassie.

• Classical Coomassie involves staining the whole gel, not just the proteins. By destaining the gel, proteins are visualised as the dye is retained better by the proteins than the gel. It’s sensitivity (detection limit) is approx. 100ng, which makes detection of low abundant proteins difficult. It is simple, cheap and quick to perform and has the advantage of being compatible with mass spectrometry. However, reproducibility is an issue with this stain due to challenges in standarising the destaining step
• Colloidal Coomassie is an adaptation of classical Coomassie staining using a modified Coomassie dye (G-250 instead of R-250). It has increased sensitivity compared to classical Coomassie, with a detection limit of approx. 10ng. It is simple to perform and since the colloidal dye does not penetrate the gel, destaining is not required (though can be performed to improve background). As with classical Coomassie it is compatible with mass spectrometry

In addition to Coomassie staining, silver staining is another popular method for visualising proteins. The main benefit of silver staining is its high sensitivity as you are able to detect less than 1ng protein, making it the preferred stain for detection of low abundance proteins. However, silver staining is time consuming and laborious. The gel requires developing after staining, in order to visualise the proteins, and the length of time for developing can vary considerably between gels making reproducibity a challenge. Silver staining also involves the use of formaldehyde when fixing the gel making it incompatible with mass spectrometry.

A. Yes, it is possible to stain with either Coomassie or Colloidal Blue stain prior to Western blotting, though decreased transfer and subsequent probing efficiency may occur. However, it is important to note that this is generally only recommended to try if you use colloidal stain. To ensure optimal transfer efficiency, destain the gel and then equilibrate in a series of Tris base/glycine/SDS solutions to increase solubility. When the transfer is complete, the membrane should be treated with methanol to remove the stain prior to chromogenic development (not necessary prior to chemilumninescent detection).

A. Here are some options for obtaining more efficient transfer for larger proteins:

1. Pre-equilibrate the gel with 0.02 to 0.04% SDS in 2X transfer buffer without methanol for 10mins before assembling the sandwich
2. Increase the blotting time incrementally (in 15min intervals)
3. Add 0.01% or 0.02% SDS to the transfer buffer to help facilitate the migration of the protein out of the gel
4. Decrease the methanol content in the transfer buffer
5. Switch to a more appropriate lower percentage gel. A lower percentage gel may allow better transfer than a higher percentage gel

A. There are two factors to consider - poor transfer and the ladder passing through the membrane during the transfer. For poor transfer onto membrane, consider the following:

• The percent acrylamide should be 8% to get rapid, more complete transfer of high molecular weight proteins
• Increase voltage, current, or length of time for transfer
• For transfer to PVDF, omit the SDS from the transfer buffer. Addition of SDS (or use of old buffer that may have SDS leached in from the gel) will cause the proteins to bind less efficiently to PVDF membranes because it inhibits the hydrophobic interaction between the membrane and the protein
• If the problem is the protein staying in the gel, consider any of the following:
  • Increase the SDS concentration to 0.1% (but use nitrocellulose)
  • Eliminate the methanol in the buffer
  • Reduce the acrylamide percentage
  • Transfer for longer

If the ladder goes through membrane during transfer:
• Decrease voltage or transfer
• Check concentration of SDS and methanol. Too much SDS can prevent binding to the membrane. Alcohol enhances hydrophobic binding to membrane; not enough alcohol may prevent binding
• Use a 0.2µm pore size of nitrocellulose
• Check gel percentage; smaller proteins will pass through membranes more easily

A. The most commonly used buffer is RIPA buffer with SDS. The usual formulation is as follows: 150mM NaCl, 10mM Tris, pH 7.2, 0.1% SDS, 1.0% Triton X-100, 1% Deoxycholate, 5mM EDTA Protease inhibitors: 1mM phenylmethylsulfonyl fluoride, 10mM benzamidine, 2μg/mL leupeptin Phosphatase inhibitors: 100μM sodium orthovanadate, 10mM p-nitrophenylphosphate

Procedure:
1. Place cells on ice
2. Wash cells with ice cold PBS to remove media
3. Add 1mL RIPA buffer to 100mm dish. Scale up or down as necessary
4. Scrape cells into RIPA buffer and transfer to small centrifuge tube
5. Stand on ice for 10min, vortexing every few minutes to dissolve material. Lysates can also be passed through a 22 gauge needle to aid in solubilisation
6. Centrifuge at 17,000rpm for 10min
7. Remove supernatant for protein assays and discard the pellet

NOTE: For experiments in which it is not desirable to fully denature proteins and possibly break protein:protein interactions, the RIPA buffer can be replaced with a non-denaturing NP40 Solubilisation Buffer. Recipe: 150mM NaCl 20mM Tris, pH 7.5, 1% NP40 or 1% Triton-X-100, and 5mM EDTA. If this non-denaturing buffer is used, lysates should be homogenised or passed through a needle several times to ensure adequate solubilisation.

A. Optimise the concentration of primary and secondary antibodies. In some cases, increasing the concentration of blocking agent (BSA or non-fat dry milk) reduces background signal. After incubation with the primary antibody, wash at least two times with TBST (include 0.5M NaCl in one or more of the wash steps). Avoid Nonidet™ P40 or Triton™ X-100 in buffers as these detergents decrease because protein detection.

A. Yes, Cat. No 12737119 (Bovine Serum Albumin, fraction V heat shock treated), can be used in a number of molecular biology applications including Western blots (as a blocking agent) and ELISA and as a stabiliser for enzymatic reactions. Another newer BSA product that you may consider is Cat. No 12871630 (BSA, Heat Shock Treated and Protease Free). This product has found great use in RIA and ELISA and as a blocking agent.

A. For storage, following transfer, air dry the blot and place it between two clean sheets of filter paper. Place the blot-filter paper sandwich between two sheets of card, in order to keep it flat, and place it in a sealable plastic bag. The blot can be stored at 4°C for up to two weeks, -20°C for up to two months or indefinitely at -80°C. When ready to reprobe, pre-wet the blot with alcohol for a few seconds, followed by a few rinses with pure water to reduce the alcohol concentration.

To strip the blot:
• In a fume hood submerge the blot in stripping buffer (100mM ß-mercaptoethanol, 2% SDS, 62.5mM Tris-HCl, pH 6.7) and incubate at 50°C for 30min with occasional agitation
• Wash 2 x 10min in TBS-T/PBS-T at room temperature
• Block the membrane by immersing in 5% blocking reagent TBS-T or PBS-T for 1hr at room temperature
• Proceed with next round of immunodetection

Often you do not need such harsh conditions to remove antibodies from their proteins. An alternative and milder method for stripping a blot is achieved by lowering the pH of the stripping buffer.
• Submerge the blot in stripping buffer (1% SDS, 25mM glycine-HCl, pH 2.0) and incubate at 50°C for 30min with occasional agitation
• Wash 2 x 10min in TBS-T/PBS-T at room temperature
• Block the membrane by immersing in 5% blocking reagent TBS-T or PBS-T for 1hr at room temperature
• Proceed with next round of immunodetection

A. Power (W) = Voltage (V) x Current (A)
Resistance (Ω) = Voltage (V) / Current (A)

A. The resistance of an electrophoresis unit depends on its size, gel thickness, amount of buffer, buffer conductivity and temperature. This resistance will normally decrease in time due to a slowly increasing temperature. Electrophoresis units which have a resistance below the minimum load resistance of a power supply will trigger an alarm! Read the output voltage and current during a run to measure the resistance and use above formula to calculate the value.

A. Either your programmed parameters are not equal to those described or the resistance of your electrophoresis unit is different (see above). It cannot be due to e.g. an other model of power supply as the relations between Voltage, Current, Power and Resistance are monitored in the same way by any instrument.

A. If outlets are in parallel each electrophoresis unit will be supplied with exactly the same voltage. However, current and power may differ due to differences between them even when exactly the same model, gel, buffers, etc. are used. Therefore, it is recommended to run several electrophoresis units only in the constant voltage mode on the same power supply.

A. Electrophoresis at high voltages produces heat. Additionally, high conductivity buffers such as TAE generate more heat than low conductivity buffers. Care should be taken in agarose gel electrophoresis with voltages greater than 175V, as heat build up can generate gel artifacts such as S-shaped migration fronts, and in extended electrophoresis runs, can even melt the agarose gel. With high voltage electrophoresis, the use of low melting point agarose gels should be avoided.

R. Un certain nombre d'électrodes pourraient convenir, mais ce qui importe est qu'il s'agisse d'une électrode « double jonction ». Consultez le « Guide de sélection des électrodes pH » à la page 26 pour plus d'informations.

R. Toutes les électrodes ne conviennent pas à tous les types d'échantillons. Consultez le « Guide de sélection des électrodes pH » page 26, ou contactez notre équipe de Spécialistes produits de Fisher Scientifi c pour plus d'informations

R. Les électrodes de référence utilisent des ions argent dans leur système de référence. Les protéines, les tampons Tris et les échantillons biologiques généraux réagissent tous avec les ions argent et cette réaction peut réduire la durée de vie de l'électrode.

R. Des solutions tampons neuves (de préférence certifi ées avec un étalon connu) doivent toujours être utilisées. L'âge de l'électrode doit aussi être pris en compte. Les électrodes ont une durée de vie utile comprise entre environ six mois et un an et doivent être considérées comme des consommables

R. Pour garantir des mesures précises et fi ables, nous recommandons toujours d'étalonner l’appareil avec trois tampons pH, normalement pH 4, 7 et 10. Toutefois, selon la précision dont vous avez réellement besoin, ceci peut être effectué en seulement deux points (par exemple 4 et 7, ou 7 et 10) ou jusqu'à cinq points sur les pH-mètres Fisherbrand Accumet. Lors du choix des tampons pH, il est important de s'assurer qu'ils englobent la plage de pH typique que vous prévoyez pour vos échantillons et de ne jamais étalonner avec des points séparés de plus de 3 unités de pH (par exemple, un étalonnage à 4 et 10 ne donnera pas de bons résultats). Quel que soit le cas de fi gure, effectuez toujours un étalonnage à pH 7.

R. Le pH-mètre doit être étalonné régulièrement avec des tampons neufs. S'il est utilisé de façon quotidienne ou hebdomadaire, cette opération doit être réalisée avant chaque utilisation. Si le pH-mètre est utilisé en permanence chaque jour, il peut être plus adapté d'étalonner au milieu de chaque journée dans le cadre d'une procédure d'étalonnage de routine.

R: La valeur du pH de tout échantillon varie avec la température. Il est donc toujours préférable de mesurer la température pour obtenir des mesures fi ables. Si vous mesurez à une température différente de celle à laquelle vous étalonnez, il peut être utile d'envisager une sonde à compensation de température automatique (« ATC ») ou une électrode intégrant ce dispositif. Les pH-mètres modernes ajustent la valeur de la pente de l'électrode à mesure que la température change afi n de garantir la précision des mesures.

R. Ceci ne pose généralement pas problème. De nos jours, la grande majorité des fabricants utilisent un connecteur « BNC » entre l'électrode et le pH-mètre pour les électrodes pH de référence. L'utilisation de sondes ATC peut s'avérer plus délicate car ces connecteurs ne sont pas standardisés et sont spécifi ques au fabricant.

R. Aussi souvent que possible. Le nettoyage et l'entretien permettent de prolonger la durée de vie de l'électrode. À noter que vous devez toujours éviter de laisser une électrode tremper dans une solution de nettoyage une fois qu'elle est propre. Ceci pourrait endommager l'électrode. Points clés à ne pas oublier

• Ne réutilisez jamais les tampons
• Ne polissez jamais l'ampoule
• Ne stockez jamais l'électrode à sec ou dans de l'eau déionisée
• N'agitez jamais l'échantillon ou les tampons avec l'électrode
• Ne recouvrez jamais le trou de remplissage de la chambre de référence pendant la mesure
• Changez régulièrement la solution de remplissage de référence

R. C'est possible. Ce qui compte est la valeur de la constante de cellule de conductivité (également appelée la valeur « K »). Une constante de cellule de 0,1 est nécessaire pour les échantillons d'eau pure. Chaque constante de cellule a une plage de détection limitée, ce qui signifi e que vous devez en choisir une dont la plage englobe celle que vous prévoyez pour votre conductivité d'échantillon. Voir ci-dessous des exemples de types d'échantillons, de valeurs de conductivité approximatives et de constantes de cellule convenables :

R. Il n'existe actuellement aucun système de connecteurs standard pour les pH-mètres et les cellules de conductivité, et tous les fabricants utilisent un système différent. Il est donc recommandé d'utiliser des cellules de conductivité du même fabricant que votre pH-mètre.

R. La température peut avoir un effet signifi catif sur la conductivité. L'augmentation de la température a clairement un effet sur les propriétés chimiques des solutions aqueuses. Ce facteur contribue à son tour à la conductivité de la solution. La conductivité varie typiquement de 1 à 3 % par degré Celsius

R. Les conditions de stockage des cellules de conductivité sont peu exigeantes par rapport aux autres types d'électrodes. Ces cellules peuvent être conservées dans de l'eau déionisée entre les mesures. Pour le stockage jusqu'au lendemain, il suffi t de les rincer dans de l'eau déionisée puis de les stocker à sec.

R. Ceci doit être effectué régulièrement, si possible avant chaque utilisation (si possible dans le cadre d'une procédure quotidienne d'étalonnage de routine).

R. Dans le contexte de la métrologie, la traçabilité permet de remonter le résultat d'une mesure à une autorité nationale telle que le National Institute of Standards and Technology (NIST, ou Institut national des normes et de la technologie), qui est une agence gouvernementale des ÉtatsUnis qui dépend du département du Commerce. Cela signifi e précisément qu'il existe une relation valide connue entre le produit et des normes internationales ou nationales reconnues, ainsi qu'une chaîne de référence parfaitement documentée et ininterrompue jusqu'à l'organisme régulant les outils de mesure. Le certifi cat d'étalonnage ISO 17025 qui est fourni de série avec nos produits est reconnu dans tous les pays européens.

R. Chaque unité Traceable™ est individuellement numérotée, étalonnée et certifi ée. Un certifi cat d'étalonnage Traceable™ à numéro de série unique vous garantit qu'un auditeur indépendant a vérifi é les méthodes, les procédures, les tests, les techniques et les pratiques de tenue de dossiers du laboratoire réalisant les tests d'étalonnage. L'A2LA (Association américaine pour l'accréditation des laboratoires) est largement reconnue au niveau international par des accords bilatéraux et multilatéraux, de même que par sa participation aux accords ILAC (International Laboratory Accreditation Cooperation) et MRA (Multilateral Recognition Agreement). Il n'est pas nécessaire de faire étalonner les produits sur place avant de les utiliser car toutes les instances dirigeantes européennes acceptent et reconnaissent totalement les certifi cats d'étalonnage Traceable™.

R. Les produits sont étalonnés pour une période de deux ans à compter de la date de fabrication. En général, nous vous conseillons de compter sur une période d'un an du fait de l'expédition et du stockage des produits.

R. La précision indique le degré de précision d'un instrument par rapport à une température connue. Étant donné qu'il est fort improbable qu'un instrument ait une précision exacte, cette valeur est généralement accompagnée d'une référence et d’une tolérance. La tolérance indique la valeur d'imprécision intrinsèque de l'instrument. Par exemple, si instrument possède une précision nominale de ±1 °C, cela signifi e que la valeur affi chée par l'unité peut être supérieure ou inférieure de 1 °C par rapport à la température réelle mesurée tout en restant dans la plage de tolérance et de précision indiquée pour l'unité.

R. La résolution d'un instrument est la plus petite valeur que ce dernier peut affi cher. Ainsi, un instrument dont la résolution est de 0,1 °C pourra affi cher une valeur à 0,1 °C près (par exemple 8,6 °C), tandis qu'un instrument dont la résolution est de 1 °C pourra seulement affi cher une valeur à 1 °C près (par exemple 9 °C).

R. Aucun des produits Fisherbrand Traceable™ n'a besoin d'un nouvel étalonnage ou d'une nouvelle certifi cation après un changement de pile. Ces produits sont traçables d'après les normes du NIST et le certifi cat d'étalonnage ISO 17025 qui est fourni de série avec les produits est reconnu dans tous les pays européens

R. Oui, des pelles de rechange sont disponibles (réf. cat. Fisher Scientifi c 15388764). Il s'agit de la pelle de rechange standard de 30 ml. Il existe aussi une grande pelle de rechange de 40 ml (réf. cat. Fisher Scientifi c 15398764).

R. Min/Max sont les températures les plus faibles (minimales) et les plus élevées (maximales) relevées depuis le dernier effacement de la mémoire du thermomètre ; Min/Max n'est PAS une fonctionnalité paramétrable. Sur certains produits, vous pouvez programmer les alarmes Haut (HI) et Bas (LO) de manière à ce que le produit émette une alarme si la température de ce que vous mesurez dépasse vos valeurs prédéfi nies. Plusieurs thermomètres fournissent également des relevés Internes/Externes (IN/OUT). Les températures Internes (IN) et Externes (OUT) font référence à différents capteurs, le capteur IN étant le capteur interne du produit et la sonde externe étant désignée comme OUT.

R. Les sondes en fl acon sont utilisées dans des réfrigérateurs dont la porte est susceptible d'être ouverte régulièrement. La sonde hermétiquement enfermée dans le fl acon donne une indication de la température du produit conservé dans le réfrigérateur plutôt que de la température de l'air, qui serait affectée assez rapidement par l'ouverture de la porte. La sonde de type vaccin utilise un concept similaire dans des dimensions proches de celles de la plupart des fl acons de vaccin. Ceci permet d'obtenir une indication précise de la température des vaccins stockés.

R. Les sondes en fl acon sont remplies d'une solution de glycol non-toxique généralement reconnue comme sûre par la FDA des États-Unis.

R. Les différents produits « Ultra » de la gamme Traceable™ sont étalonnés avec une précision de 0,4 °C aux points d'étalonnage testés. Des unités à « précision extrême » sont également disponibles. Ces unités sont étalonnées avec une précision de ±0,05 à 2 °C près des points testés. Elles sont disponibles pour les points 0 °C, 25 °C et 37 °C couramment testés. De plus, les thermomètres haute précision à sonde en platine ont une précision de ±0,1 °C sur toute la plage de température.

R. Les résultats inconstants, la faiblesse de l'affi chage ou l'absence d'affi chage sont des symptômes de la nécessité de remplacer les piles. Dans la plupart des cas, il suffi t de changer la pile pour que l'unité recommence à fonctionner normalement.

R. Lorsque vous comparez deux thermomètres, vous devez ajouter les tolérances des deux unités pour obtenir la quantité totale de variance existant dans ces unités, qui reste néanmoins conforme aux spécifi cations. Par exemple, si vous comparez deux unités identiques ayant une précision de ±0,1 °C, ces unités sont susceptible d'affi cher des températures qui diffèrent de 2 °C. Lorsque vous comparez les températures de thermomètres différentiels, il est important que les types de sondes que vous comparez soient équivalents.

R. Les flacons Fisherbrand sont presque tous fabriqués à partir de verre de première classe hydrolytique. Ce type de verre très dur est doté d’un faible coefficient de dilatation même lors d’écarts de température importants. Il démontre une excellente résistance chimique aux solutions neutres et acides et même aux solutions alcalines, grâce à sa faible teneur en alcali.

R. Tous les flacons Fisherbrand ayant une étiquette CleanPack apposée sur le devant de la boîte en polypropylène ont été conditionnés dans une salle blanche certifiée après être passés dans le four de recuit à environ 600°C. Cette étiquette garantit la propreté des flacons et l’absence de contamination pour que vous puissiez effectuer des analyses correctes. De plus, le film rétractable visible sur la partie inférieure de la boîte en polypropylène vous prouve que l’emballage est inviolable. Le couvercle vous permet également d’ouvrir et de refermer l’emballage à loisir sans risque de contaminer les flacons au cours de leur utilisation.

R. Les flacons silanisés sont utilisés pour réduire l’adsorption des composés polaires à la surface généralement polaire du récipient en verre. Certains composés tels que les acides aminés, les protéines ou le phénol ont tendance à réagir avec les groupes OH du verre, même si (et c’est souvent le cas en chromatographie) on utilise du verre de première classe hydrolytique. Au cours du processus de silanisation, la surface du verre est désactivée de telle sorte que les réactions éventuelles se produisant entre les composés polaires et le verre sont éliminées.

R. Le choix des bons septa dépend de l’application. Les septa ont presque tous un côté laminé en PTFE. Ce matériau est très résistant aux produits chimiques et forme une barrière inerte entre l’échantillon et le matériau vecteur du septa. Les matériaux de support possèdent des propriétés physiques et chimiques différentes comme la résistance thermique, les propriétés de refermabilité, la propreté, la dureté, l’épaisseur, etc. Pour vous aider à identifier les septa les plus adaptés à votre plage de températures et à votre application, merci de consulter le guide situé en page 13 de cette brochure.

R. Reportez-vous au tableau 4. Compatibilités chimiques des matériaux des flacons et des bouchons, pages 16 à 17 de cette brochure. Ce tableau est exclusivement pour référence. De nombreux facteurs sont susceptibles d’altérer la résistance chimique des flacons et des bouchons, et nous souhaitons vous rappeler qu’il vous incombe de réaliser un essai dans vos propres conditions pour vous assurer que le produit que vous utilisez est entièrement compatible.

R. L’essai de dureté des matières plastiques est fréquemment réalisé au moyen de l’essai Shore (duromètre). Cette méthode mesure la résistance des matières plastiques à l’indentation et fournit une valeur de dureté empirique. La dureté Shore est mesurée à l’aide des échelles Shore A ou D. C’est la méthode idéale pour les caoutchoucs ou les élastomères. On l’utilise aussi fréquemment pour les plastiques plus « souples » tels que les polyoléfines, les polymères fluorés et le vinyle. L’échelle Shore A est utilisée pour les caoutchoucs souples et l’échelle D pour les durs. La plupart des valeurs de dureté des septa sont mesurées avec l’échelle A, même si certaines duretés PE et PTFE font exception et sont mesurées avec l’échelle D. Les résultats obtenus sont utiles dans la mesure où ils indiquent la résistance relative de différentes qualités de polymère face au perçage. Il est ainsi plus simple de choisir le type d’aiguille qui pénétrera le septum et de savoir s’il nous faut une aiguille de plus petit calibre.

R. Les certifications sont de plus en plus importantes pour pouvoir reproduire davantage les processus et éviter les sources d’erreur potentielles dès le départ. La meilleure qualité, la constance et le contrôle de la qualité ont toujours été des critères extrêmement importants et sont mis en avant dans trois certifications : « Spécification certifiée », « Kits HPLC et GC certifiés » et « Kits LC/MS et GC/MS certifiés ». Pour plus d’informations, merci de consulter la page 15 de cette brochure.

R. L’offre actuelle du marché se compose de trois systèmes différents de scellage de flacons pour échantillonneur automatique :

• le bouchon à sertir de 8, 11, 13 ou 20 mm de diamètre,
• le bouchon à vis ; 8-425, 9 mm court, 10-425, 13-425, 15-425, 18 mm, 24-400, 24-414,
• le bouchon à clipser : 8 mm 11 mm, 13 mm.

Le bouchon à sertir offre le plus faible taux d’évaporation et donc la meilleure étanchéité, suivi par le bouchon à vis, puis les bouchons à clipser. Toutefois, les bouchons à vis et à clipser sont plus pratiques à manipuler, car aucune pince à sertir ou dessertir n’est requise. Si vous souhaitez manipuler un outil confortablement et pouvoir préserver l’intégrité de l’échantillon et la reproductibilité d’un flacon serti, le flacon à fermeture filetée est la meilleure alternative. Il offre le plus faible taux d’évaporation, reste bien en place et permet de réduire le nombre d’interruptions de l’échantillonneur automatique causées par la mauvaise manipulation des flacons.

Pour les systèmes de transport de flacons magnétiques d’échantillonneurs automatiques ultramodernes, vous aurez besoin de bouchons magnétisables, disponibles en bouchons à fermeture filetée et bouchons à sertir.

R. Le fait de réutiliser ou de laver les flacons représente certainement un risque pour l’intégrité de l’échantillon étant donné que la surface du flacon change au cours du processus de nettoyage (degré d’adsorption des composés critiques plus élevé) et que le retrait total des anciens analytes n’est pas totalement garanti. La contamination croisée et/ou les pics « fantômes » peuvent en résulter. Nous conseillons aux chromatographistes souhaitant ne pas compromettre l’intégrité de l’échantillon d’utiliser de nouveaux flacons et septa pour chaque analyse.

R. Le verre borosilicaté réduit le risque de contamination par adduits métalliques et permet de garantir la fiabilité des chromatogrammes même après avoir utilisé le produit pendant un certain temps.

R. Les produits LC-MS Optima™ (solvants, mélanges, additifs et réactifs) ont été spécialement développés pour permettre aux instruments les plus sensibles de fonctionner au maximum de leurs performances. Un test de gradient LC réalisé à l’aide d’un détecteur PDA garantit des lignes de base et un bruit de fond lisses. Il permet également de déterminer la présence d’impuretés d’ions positifs ou négatifs. La présence d’anions métalliques et d’analytes compliquant les spectres, notre processus de fabrication a été développé pour garantir un minimum d’impuretés. Nous proposons un produit de qualité LC-MS « standard » pour d’autres applications analytiques de routine.

R. Les différentes exigences des chromatographistes nous ont amenés à réfléchir à la manière d’améliorer notre processus de purification et à développer des séries de solvants et de tampons qui répondent aux besoins d’instrumentations spécifiques. Fisher Chemical propose une sélection de qualités de solvants développées, puis testées, afin d’optimiser les performances de la chromatographie et de correspondre à l’instrument et au type de détecteur.

Application de chromatographie	Instrument et type de détecteur	Qualité de solvant Fisher Chemical
UHPLC-MS	UHPLC combinée à un détecteur de masse	Optima UHPLC-MS
HPLC-MS avancée	LC and UHPLC combinées à un détecteur de masse	Optima LC/MS
HPLC-MS	LC combinée à un détecteur de masse	Qualité LC-MS
UHPLC	UHPLC combinée à un détecteur UV	Qualité de gradient UHPLC Gradient
Analyse de gradient HPLC avancé	Gradient LC combiné à un détecteur UV	Qualité HPLC avancée
Analyse de gradient HPLC	Gradient LC combiné à un détecteur UV	Qualité de gradient HPLC
HPLC (isocratique)	LC combinée à un détecteur UV	Qualité HPLC

Pour soutenir d’autres techniques de chromatographie de spécialité, nous proposons également une gamme de solvants de spécialité, tous spécifiés et testés comme il convient. Pour HPLC :

• Qualité de gradient avancée avec une faible dérive pour le développement de méthodes.
• Qualité HPLC pour la détection électrochimique.
• Qualité HPLC pour la détection par fluorescence.
• Qualité GPC (chromatographie sur gel).

R. FLe produit Fisher Scientific de réf. cat. 10596814 est conditionné dans des flacons PEHD pour des raisons de sécurité. Les flacons PEHD limitent les risques liés à une remontée de pression du monoxyde de carbone, un produit de décomposition naturel de l’acide formique. Les clients n’ont pas à s’inquiéter d’une éventuelle contamination provenant des plastifiants, car les flacons HDPE subissent un traitement de surface breveté qui vise à créer une barrière entre les surfaces du flacon et l’acide formique, ce qui empêche toute contamination. En laboratoire, il est préférable de stocker ce produit à une température de 4°C pour ralentir ce processus de décomposition naturel.

L’acide formique LC-MS Optima™ est également disponible dans des ampoules de 0,5 ml, 1 ml et 2 ml en verre (borosilicaté), Fisher Scientific réf. cat. 10780320, 10473038 et 10063427 respectivement. Remarque : les ampoules sont précoupées pour faciliter leur ouverture.

R. Non, le fait de stocker le produit temporairement à une température ambiante n’a aucun effet sur le réactif. Cependant, pour un stockage prolongé, nous insistons sur le fait que vous devez conserver le produit dans un endroit frais à 4°C afin d’en préserver plus longtemps l’intégrité.

R. La principale différence entre le verre borosilicaté et le verre sodocalcique réside dans le remplacement de la soude et de la chaux par de l'anhydride borique dans le processus de fabrication. Il présente une meilleure résistance à la chaleur et ne se dilate pas comme le verre sodocalcique, ce qui signifie qu'il est en mesure de supporter à la fois des extrêmes de froid et de chaud ; il est donc particulièrement bien adapté à la verrerie de laboratoire.

R. La verrerie est habituellement considérée comme adaptée à l'autoclave. Lors de l'autoclavage des récipients en verre, assurezvous que les bouchons sont desserrés. Lors du passage à l'autoclave, si les bouchons sont vissés très fermement, des différences de pression susceptibles d'entraîner la casse risquent d'apparaître. Ne passez pas à l'autoclave un équipement en verre endommagé, fissuré, craquelé ou rayé. De tels défauts diminuent la résistance thermique, et rendent l'équipement en verre plus enclin à la casse.

R. Même si les fioles Erlenmeyer et les béchers présentent des indications de volume approximatives, il existe toujours une incertitude de +/- 5 % concernant l'emplacement exact de la ligne de volume. Seuls cinq dispositifs de mesure volumétriques sont reconnus comme adaptés à un travail d'analyse précis et exact. Il s'agit des fioles volumétriques, des éprouvettes graduées, des burettes et des pipettes volumétriques ; elles sont classées dans deux catégories différentes, la Classe A et la Classe B.

R. La verrerie volumétrique de laboratoire, notamment les fioles volumétriques, les éprouvettes graduées, les burettes et les pipettes volumétriques sont produites et étalonnées conformément aux normes de l'ASTM ou American Society for Testing and Materials (l'ASTM est antérieure à d'autres organismes de normalisation tels que le BSI et le DIN). Elles sont disponibles en deux catégories différentes, la Classe A ou la Classe B. Les normes de l'ASTM définissent les tolérances selon lesquelles les marquages sont placés sur le verre. La Classe A est la catégorie correspondant à la plus grande précision et elle présente les tolérances les plus faibles, la Classe B présentant généralement des tolérances équivalant à deux fois celles de la Classe A.

R. Les pipettes volumétriques en verre Fisherbrand appartiennent à la Classe AS, qui a récemment remplacé la Classe A. La Classe AS correspond à la norme européenne et présente les mêmes précisions élevées et les mêmes tolérances conformes aux normes ISO et DIN correspondantes que la Classe A. Les pipettes sérologiques de la Classe AS présentent également une vitesse de distribution supérieure à celles de la Classe A (la lettre S désigne le mot allemand « schnell » qui signifie « rapide »). En conséquence de la vitesse de distribution accrue, un délai d'attente de cinq secondes doit être respecté lors du remplissage ou de la distribution du volume requis. Cela permet de s'assurer que le ménisque s'est stabilisé afin de conserver une bonne précision.

R. Le nettoyage par ultrasons est une bonne méthode pour nettoyer minutieusement la verrerie. Les laveurs à ultrasons utilisant des éléments chauffants sont les plus efficaces. En général, l'utilisation d'un laveur à ultrasons avec un détergent doux nettoie la plupart des résidus présents sur la verrerie. Lorsque vous utilisez ce type de matériel pour nettoyer la verrerie, assurez-vous que le matériel en verre est bien fixé et soyez très vigilant lors du chargement et du déchargement, car il s'agit d'une cause courante d'éclats et de casse.

R. Le verre ambré est utilisé en laboratoire pour la protection des produits chimiques et des matériaux sensibles aux UV. Le verre ambré bloque tous les rayonnements UV de 350 à 200 nm. La plage de rayonnement ultraviolet C utilisée pour tuer les microorganismes, entre 200 et 280 nm, est également bloquée. Cependant, les rayonnements UV ne sont pas tous bloqués par le verre ambré.

R. Les récipients en verre n'ont pas de date d'expiration ni de durée de conservation limite. Toutefois, vous devez contrôler régulièrement votre verrerie afin d'y rechercher la trace d'éventuels dommages risquant de compromettre sa sûreté ou sa précision. Si elle présente des signes de dommages importants, elle doit être mise au rebut et remplacée.

R. En général, les matériels en verre peuvent supporter des températures maximales de 500 °C. Cependant, lorsque la température dépasse 150 °C, vous devez prendre des précautions supplémentaires pour vous assurer que le chauffage et le refroidissement se déroulent de manière lente et uniforme. Si vous utilisez une plaque chauffante, assurez-vous que la plaque supérieure est plus large que la base du récipient à chauffer. De même, ne placez jamais un équipement en verre froid sur une plaque chauffante déjà très chaude. Chauffez progressivement à partir de la température ambiante. Si vous utilisez un bec Bunsen, réglez-le de manière à obtenir une grande flamme douce, qui chauffera le verre doucement et plus uniformément. Utilisez également une toile métallique avec centre en céramique pour diffuser la flamme.

R. Il n'existe pas de directive fixe en ce qui concerne le réétalonnage de votre verrerie, car cela dépend de la manière dont elle est nettoyée, manipulée et stockée. Normalement, la verrerie volumétrique a uniquement besoin d'être réétalonnée après une utilisation prolongée ou dans des conditions exigeantes, car elle peut affecter sa précision d'origine. Par exemple, envisagez de réétalonner votre équipement si :

• La verrerie est en verre sodocalcique et est en service depuis plus de cinq ans
• La verrerie est en verre borosilicaté et est en service depuis plus de dix ans
• La verrerie a été soumise à des températures supérieures à 150 °C
• La verrerie est fréquemment utilisée avec des acides ou des bases forts
• Les surfaces internes du verre présentent des signes de corrosion chimique, par ex., si elles deviennent mates

R. Pour obtenir des volumes précis, la méthode la plus sûre consiste à vous assurer que votre matériel en verre est propre. En ce qui concerne les burettes et les pipettes, la propreté du verre est indiquée par l'absence de toute « perle d'eau » sur la surface interne du matériel. Lorsque celui est propre, la solution présente un film fin et continu à l'intérieur de la verrerie.En général, un bref trempage dans une solution nettoyante chaude suffit à nettoyer les pipettes et la verrerie volumétrique. Éviter de faire tremper la verrerie trop longtemps, car si elle reste trop longtemps dans la solution nettoyante, une zone rugueuse risque de se former au niveau de l'interface verre/air, susceptible d'ôter toute utilité au matériel. Après un bref trempage (2 à 3 min), la verrerie doit être rincée abondamment à l'eau du robinet, et enfin 3 à 4 fois à l'eau distillée ou déminéralisée. N'utilisez pas de torchon pour sécher la surface du verre, laissez-le simplement sécher en le protégeant de la poussière. Il n'est pas nécessaire de sécher le verre dans le séchoir du laboratoire, mais si vous en avez un, utilisez-le. Non seulement il sèchera le verre plus rapidement, mais en plus, il le protègera de la poussière pendant le temps du séchage.

R. Les bouteilles en verre Fisherbrand n'ont pas de valeur nominale de résistance à la pression ; soyez donc extrêmement vigilant si vous utilisez la verrerie pour des applications sous pression. Fisher Scientific ne peut garantir aucun équipement en verre contre la casse lors de l'utilisation sous vide ou sous pression

R. Seuls les produits en polypropylène, en PTFE, en PC et en PMP (TPX) peuvent être autoclavés (le passage à l'autoclave est défini comme un cycle à 121 °C à 15 psi (1 bar) pendant 20 minutes). • Lors de l'autoclavage des bouteilles, assurez-vous toujours que les bouchons sont desserrés. Lors du passage en autoclave, les bouchons vissés très fermement peuvent entraîner un affaissement ou une déformation. De la même manière, ne soumettez pas les matériels volumétriques en plastique tels que les éprouvettes graduées, les fioles, etc. à des températures supérieures à 60 °C, car les températures élevées peuvent altérer la précision volumétrique.

R. Le LDPE et le HDPE présentent tous deux une température de fragilité de -100 °C et peuvent donc être utilisés pour la congélation d'échantillons trop grands pour les flacons cryogéniques standard. Prenez garde à ce qu'il reste suffisamment d'espace dans le récipient pour permettre la dilatation de l'échantillon. Nous pouvons notamment suggérer les références Fisher Scientific cat. 11735383,11775243 et 11957934.

R. Pour les applications dans lesquelles la visibilité est importante, les polymères tels que le polystyrène, le PET, le PMP ou le polycarbonate doivent être privilégiés. D'autres polymères, notamment le polypropylène et le polyéthylène sont translucides et parfois opaques ; ils ne sont donc pas bien adaptés à cette exigence

R. Pour connaître la compatibilité chimique spécifique de polymères en particulier, veuillez vous reporter au « Tableau de compatibilité chimique » pages 14 et 15.

R. Les détergents non alcalins ou à faible teneur en alcalis sont adaptés au nettoyage de la plupart des équipements en plastique. Notez cependant que les produits en polystyrène et en polycarbonate sont susceptibles d'être attaqués par les alcalis ; nous recommandons donc d'utiliser un détergent neutre. Vous devez également éviter d'utiliser des nettoyants ou des tampons à récurer abrasifs, qui risquent de rayer et d'affaiblir les surfaces

A. Le bon choix du septum pour un flacon ou une bouteille dépend de l'application. La plupart des septa sont lamellés d'un côté avec une couche de PTFE, qui présente une résistance élevée aux produits chimiques et forme une barrière inerte entre l'échantillon et le matériau de support sous-jacent. Les matériaux de support présentent des propriétés physiques et chimiques différentes, notamment en termes de résistance à la température, de propriétés de refermeture, de propreté, de dureté, d'épaisseur, etc. Le guide au verso vous aidera à identifier le septum le mieux adapté à votre application spécifique.

Septum

Les conditions spécifiques de votre application particulière permettent de déterminer quels sont les meilleurs matériaux de septum, comme illustré ci-dessous

Pour mieux visualiser les combinaisons de matériaux de septa les plus courantes du marché, veuillez consulter les images ci-dessous. Veuillez toutefois noter que les couleurs ne fournissent pas nécessairement une indication sur la nature du matériau du revêtement